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Tubage gastrique


Les sécrétions bronchiques dégluties pendant le sommeil sont aspirées à l'aide d'une sonde directement dans l'estomac. Le patient doit être à jeun. Le tubage gastrique devra être effectué 3 jours de suite.
Comme pour le crachat, il faudra éliminer les bactéries commensales par une technique de fluidification/décontamination avant de mettre ces prélèvements en culture sur milieux solides ou liquides.
Le tubage gastrique doit être traité dans les 4 heures qui suivent le recueil car l'acidité gastrique est néfaste pour les mycobactéries (sinon neutraliser cette acidité en ajoutant 100 mg de bicarbonate de soude).

Pour une culture sur milieu liquide, l'utilisation de la méthode de décontamination décrite par Kubica (NALC) est recommandée.

Matériel :

Tube à hémolyse contenant 2 ml de NALC (préalablement aliquoté puis congelé à –20°C).
Pot à centrifuger de 50 ml, fond conique (stérile et bouché vis).
2 Lames neuves et dégraissées.
Agitateur de Khan.
Vortex.
Centrifugeuse réfrigérée.
Un tube de Löwenstein-Jensen et un tube de Coletsos.
Un tube MGIT (ou autre milieu liquide).
Un tube contenant 18 ml de tampon phosphate pH 6,8 (préalablement aliquoté puis stérilisé à l'autoclave).
Un tube contenant 5ml de tampon phosphate pH 6,8 (préalablement aliquoté puis stérilisé à l'autoclave).
Etuve à 37°C.
Hotte de sécurité microbiologique.

 

Technique :

Après enregistrement et avant de débuter la technique sous une hotte, préparer pour chaque prélèvements :
un pot à fond conique qui devra être identifié avec le nom du patient, le numéro d’enregistrement et la nature du prélèvement;
2 lames numérotées;
sortir du congélateur un tube de NALC (décongeler à température ambiante).

  1. Fluidification et décontamination :

  • Transférer la totalité du prélèvement dans le pot conique.

  • Centrifuger à 3500 tours/minute pendant 20 minutes.
    Si le tubage gastrique est purulent ou muqueux, le traiter comme un crachat en transférant environ 1 ml de parcelles purulentes ou muqueuses.

  • Décanter le surnageant dans un récipient autoclavable.

  • A 2 ml maximum de culot, ajouter 2 ml de NALC décongelée (tube à hémolyse contenant la NALC).

  • Vortexer jusqu'à fluidification complète .

  • Agiter pendant 20 minutes sur un agitateur de Khan.

  1. Neutralisation :

  • Neutraliser avec 18 ml de tampon phosphate pH 6,8 (ajouter le contenu d'un tube dans le pot conique).

  • Vortexer.

  • Centrifuger à 3500 tours/minute pendant 20 minutes.

  • Décanter le surnageant dans un récipient autoclavable.

  1. Examen direct :

  • Vortexer le culot.

  • Utiliser ce culot pour effectuer 2 étalements à l'anse sur les lames préalablement numérotées.

  • Laisser sécher les lames à l’air (sous la hotte).

  • Fixer les lames par écrasement au-dessus de la flamme.

  • Colorer une des lames avec la technique de coloration à l'auramine (conserver la 2ème en réserve).

  1. Mise en culture :

  • Avec une pipette pasteur montée d'une poire, prélever 300 à 500 µl de tampon phosphate pH 6,8 (tube de 5ml).

  • Reprendre le culot avec ce tampon phosphate.

  • Ensemencer la totalité du culot en distribuant :
    3 à 5 gouttes sur 1 milieu de Löwenstein-Jensen,
    3 à 5 gouttes sur 1 milieu de Coletsos,
    0,5 ml maximum (10 gouttes) dans le milieu liquide.

  • Répartir sur la surface des milieux solides l'inoculum. Placer ces tubes non capuchonnés ou non vissés en position horizontale à 37°C. Examiner ces tubes chaque jour jusqu'à l'évaporation complète du liquide (24 heures bouchés coton, 3 à 5 jours bouchés vis). Boucher hermétiquement tous les tubes.

  • Incubation de tous les milieux de culture pendant 2 mois à 37°C.

  1. Observation des cultures :

Examiner 2 fois par semaine tous les milieux de culture.
Eliminer les tubes contaminés. Demander un nouveau prélèvement si tous les milieux de culture sont contaminés.
Pour les milieux liquides, la surveillance d'une croissance peut être automatisée.

Si la culture demeure négative :

  • rendre un résultat "culture négative après 1 mois d'incubation".

  • Rendre le résultat définitif "culture négative après 2 mois d'incubation"

Dans certains cas, pour l'isolement de mycobactéries à croissance lente ou difficile (M. africanum, M. genavense, ....), il est conseillé de prolonger  l'incubation des milieux de culture jusqu'à 3 mois.

L'observation des milieux de culture 2 fois par semaine permettra une détection rapide des colonies sur milieux solides ou une croissance en milieu liquide.
Pour confirmer la présence d'une mycobactérie, une coloration de Ziehl sera systématiquement effectuée à partir des colonies ou du milieu liquide.
L'acido alcoolo résistance permettra d'affirmer que de cette souche appartient au genre Mycobacterium.

On notera :

  • le temps de croissance,

  • l'aspect des colonies (rugueuses, lisses),

  • l'aspect tinctorial (colonies achromogènes ou pigmentées),

  • l'aspect microscopique des BAAR.
    Avec un isolement en milieu liquide, les caractéristiques morphologiques des bacilles observés au Ziehl sont importantes. La morphologie des BAAR (cordes, échelle, palissade) permettra de sélectionner la sonde d'hybridation (Accuprobe), de choisir des températures pour le repiquage de cette souche qui faciliteront son identification précise.

Rendre un résultat "culture positive" en indiquant la date de positivité.
Pour les milieux solides, préciser le nombre de colonies isolées et leur aspect (souche achromogène ou scotochromogène en cours d'identification).
Pour le milieu liquide, préciser mycobactérie atypique ou mycobactérie appartenant au complexe tuberculosis en cours d'identification.
Si une sonde d'hybridation Accuprobe a été testée, rendre le résultat.

L'antibiogramme sera systématiquement réalisé après la découverte d'un nouveau cas de tuberculose.

Toutes les souches isolées seront repiquées puis identifiées en utilisant certains tests biochimiques.